Żywice odpowiedzialne są za gorzki smak, jaki chmiel nadaje piwu, dlatego nazywane są również bardzo ogólnie, jako związki goryczkowe. Zlokalizowane są w gruczołach lupulinowych chmielu, tj. w najważniejszej pod względem przydatności technologicznej części morfologicznej szyszki chmielu³. Ich udział w suchej masie surowca jest silnie zależny od odmiany chmielu, oscyluje wokół wartości 15-30%. Większość z tych związków to substancje charakteryzujące się intensywną goryczką, jednak wśród żywic wyróżniamy również formy, którym nie przypisuje się żadnej przydatności technologicznej. Podział żywic chmielu schematycznie pokazuje Rysunek 1.

Żywice ogółem definiuje się jako frakcje rozpuszczalne w eterze dietylowym i na zimno w metanolu, co pozwala odróżnić je od znajdujących również w szyszce chmielu wosków⁴.

Pierwszy i podstawowy podział żywic występujących w chmielu polega na ich różnej rozpuszczalności w rozpuszczalniku jakim jest heksan, i tak wyróżniamy żywice twarde (nierozpuszczalne w heksanie) oraz miękkie (rozpuszczalne w heksanie)⁵. Zdecydowaną większość stanowią żywice miękkie, natomiast stosunek ilości żywic miękkich do twardych jest cechą odmianową. 

Odkrycie istnienia takich związków jak żywice miękkie przypada na drugą połowę XIX wieku, wówczas rozpoznano jeden kluczowy związek goryczkowy – humulon. Warto zaznaczyć, ze badania nad chmielem, jego składnikami chemicznymi dynamicznie rozwinęły się dopiero 100 lat później, aż do lat 50 XX wieku scharakteryzowano tylko dwie substancje goryczkowe chmielu, wspomniany humulon i lupulon, należący do grupy β-kwasów. Wiedza o chmielu nieustannie się poszerza, a fakt, że wśród frakcji β wciąż są związki niezidentyfikowane sugeruje, że jeszcze wiele w przyszłości możemy się o nim dowiedzieć.

Rysunek 1. Podział żywic chmielu ⁶

Według ustalonej nomenklatury żywice twarde to rozpuszczalne w zimnym metanolu i eterze dietylowym, natomiast nierozpuszczalne w heksanie, związki goryczkowe chmielu⁷. Stanowią 3-5% suchej substancji chmielu⁸. Przez dziesiątki lat były zidentyfikowane w bardzo małym stopniu. Główna wiedza o tych związkach opierała się o następującą informację: utlenione formy żywic miękkich, nieprzydatne technologicznie²⁶. Z czasem, kolejne publikacje dowodziły o nowych właściwościach żywic twardych, choć wciąż ich całkowity podział i związki je tworzące nie są do końca zdefiniowane. Wiadomo, że część z nich to żywice twarde naturalnie od początku znajdujące się w chmielu, natomiast część jest efektem utlenienia żywic miękkich (widocznym efektem ubytku żywic miękkich podczas przechowywania chmielu jest wzrost ilości żywic twardych²⁶). Nie opracowano jednak ich dokładnego rozróżnienia²⁴.

Żywice twarde β

Zidentyfikowaną jako pierwszą i powszechnie znaną żywicą twardą jest Ksantohumol. To najliczniej występujący w chmielu związek z grupy prenyloflawonoidów. to właśnie związki z tej grupy zostały uznane za żywice twarde występujące pierwotnie w chmielu²⁷. Jego stężenie w suchej substancji chmielu wynosi ok 0,5%²⁸. Ksantohumol jest ważnym polifenolem chmielu, dlatego więcej informacji na temat tego związku znajduje się w podrozdziale „Polifenole”.

Żywice twarde δ

Odkryte i nazwane już w 1952 roku jako żywice δ, (choć dużo później wiarygodnie sklasyfikowane) opisane wówczas jako związki rozpuszczalne w wodzie, których wodne roztwory charakteryzowały się gorzkim, choć przyjemnym smakiem²⁹. Kolejne badania dowodziły nowych faktów na temat tej grupy związków. W 1966 roku ukazały się wyniki badań potwierdzające fakt, że znacznie niższe stężenia żywic twardych δ znaleźć można w świeżym chmielu niż w przechowywanym przez jakiś czas. Próba wymuszonego starzenia chmielu wykazała gwałtowny wzrost żywic twardych δ kosztem α-kwasów, w znacznie mniejszym stopniu kosztem kwasów β³⁰. Obecnie wśród związków żywic twardych δ wyróżnia się 11 frakcji, możliwych do rozróżnienia na podstawie ich właściwości fizycznych i rozpuszczalości. Nie wyodrębniono jednak żadnych czystych chemicznie związków z żadnej z 11 frakcji³¹.

Hulupony

To najdłużej znane produkty utleniania β-kwasów. W przeciwieństwie do pozostałych żywic twardych –  nie stwierdzono ich obecności w młodych, świeżych szyszkach chmielu. Ich stężenie w wysuszonym i przechowywanym surowcu może wynosić 0,5 – 3% suchej masy szyszek. Wyróżniono trzy analogi huluponów, podobnie jak w przypadku żywic miękkich humulonów i lupulonów, tj. kohulupon, hulupon i adhulupon³². Badania wykazały, że związki te charakteryzują się przyjemnym, gorzkim smakiem i zaskakująco niskim progiem wyczuwalności. Dla porównania, próg ten dla innych produktów utleniania β-kwasów waha się w przedziale 38 – 90 μmol/L, dla huluponów wartość ta oscyluje na poziomie 8 -15 μmol/L i jest porównywalna z wartością charakterystyczną dla żywic miękkich, zwłaszcza izo-α-kwasów^20,21.

Rysunek 5. Utlenianie β-kwasów do huluponów.

Żywice twarde ε

Stanowią do 80% wszystkich żywic twardych chmielu (w zależności od odmiany). Nierozpuszczalne w wodzie, jednak posiadające charakter substancji goryczkowych. Z początkowo wyodrębnionych 11 frakcji, dzięki dalszemu oczyszczaniu i frakcjonowaniu wyodrębniono ich już prawie 100, gdzie czystych związków wyizolowano ok 20^33,34. Wykonano doświadczenie porównania przez profesjonalny panel sensoryczny intensywności goryczy wodno-etanolowych roztworów żywic δ, żywic ε oraz żywic twardych ogółem. Żywice ε uznano za sześciokrotnie bardziej goryczkowe niż δ, a ich goryczka była porównywalna z goryczką roztworu wszystkich żywic ogółem³.

Właściwości związków goryczkowych

Działanie antybakteryjne

Już w latach 40 XX wieku udowodniono, że związki goryczkowe chmielu wykazują właściwości antybiotyczne i bakteriostatyczne, ograniczone jednak do bakterii Gram-dodatnich (G+), podczas gdy bakterie Gram-ujemne wykazują odporność³⁵. Niektóre gatunki bakterii kwasu mlekowego (G+) są bardziej odporne na związki chmielu i są w stanie rosnąć w piwie. Następnie stwierdzono, że kwasy chmielowe są również w pewnym stopniu związkami przeciwgrzybiczymi (na wybranych gatunkach grzybów)³⁶. Udowodniono, że na działanie antybakteryjne kwasów goryczkowych chmielu pozytywnie wpływa obniżone pH, gdzie podwyższone pH w znaczący sposób je obniża^35,37. Szczególną rolę w hamowaniu rozwoju bakterii gram-dodatnich przypisuje się trans-izohumulonowi, który działa na zasadzie jonoforu, tj. zwiększa przepuszczalność błony komórkowej bakterii, powodując zwiększoną wymianę protonów (H⁺), co powoduje obniżenie wewnątrzkomórkowego Ph, co w efekcie prowadzi do zahamowania transportu składników odżywczych i „głodzenie” komórek mikroorganizmów³⁷.

Wpływ na pianę piwa

Jakość i stabilność piany mają niepodważalny wpływ na odbiór piwa przez konsumenta. W wielu pracach skupiano się na przebadaniu wpływu wielu związków goryczkowych chmielu na stabilizację piany piwa^38–41, okazuje się, że to hydrofobowość (czyli zdolność cząstek danego związku do odpychania cząstek wody, a więc mała rozpuszczalność) jest kluczem do stabilizacji piany przez związki chmielu. Hydrofobowe cząstki związków chmielowych nie rozpuszczają się w piwie, co powoduje, że koncentrują się w pianie, stabilizując ją⁴². Zaobserwowano, że spośród analogów izo-α-kwasów, izohumulon zapewnia bardziej stabilną pianę niż izokohumulon. Jest to związane z jego gorszą rozpuszczalnością w pH, jakie panuje w piwie⁴³.

Podobnie do żywic chmielowych, olejki eteryczne również są metabolitami wtórnymi chmielu, wytwarzanymi w gruczołach lupulinowych. Nadają chmielowi charakterystyczny aromat oraz po części również i smak. W szyszce pojawiają się głównie po wytworzeniu przez roślinę związków goryczkowych, przez co plantatorzy mogą na podstawie aromatu chmielu określić stopień jego dojrzałości i czas zbiorów⁴⁴. Olejki chmielu to mieszanina kilkuset lotnych substancji, a ich kompozycja jest silnie zależna od odmiany chmielu. Ich stężenie w suchej substancji chmielu waha się między 0,5 a 3%, odmiany aromatyczne są bogate w olejki, często kosztem niskiej zawartości związków goryczkowych. Stosowanie tych odmian w celu nadania aromatu chmielowego, na koniec gotowania brzeczki ogranicza stratę lotnych substancji^3,4. Początkowo twierdzono, że olejki chmielu to mieszanina ok 200 związków chemicznych, następnie wyizolowano ok 400 związków, by finalnie wraz z rozwojem metod chromatografii gazowej mówić nawet o 1000 różnych związków olejków chmielowych^45,46. Większość źródeł podaje jednak informację o ponad 300 dobrze poznanych komponentach współtworzących aromat chmielu⁴. 

Skład chemiczny olejków chmielowych zależy od wielu czynników, przede wszystkim od odmiany chmielu, warunków jego wzrostu, czasu zbioru (dojrzałości rośliny), warunków przetwarzania chmielu oraz czasu i warunków przechowywania⁴⁸. Wyróżnia się trzy główne grupy związków lotnych wchodzących w skład olejków chmielu, tj. węglowodory, frakcję tlenową oraz składniki zawierające siarkę⁴⁷. Poniżej omówiono kilka kluczowych związków wchodzących w skład olejków chmielu.

Węglowodory

Rysunek 8. Podział węglowodorów obecnych w chmielu³.

Obszerna grupa związków, mogą  stanowić 50 – 80% składników olejków eterycznych chmielu⁴. Rozróżniamy tu trzy grupy związków: węglowodory alifatyczne, monoterpeny i seskwiterpeny⁴⁷. Do najważniejszych i najczęściej występujących związków węglowodorów należą mircen, kariofilen, humulen oraz farnezen. Wszystkie związki z grupy węglowodorów są wyjątkowo lotne, dodatkowo słabo rozpuszczalne w wodzie, brzeczce czy piwie, dlatego w gotowym produkcie występują w śladowych ilościach³.

β-mircen C₁₀H₁₆

Związek po raz pierwszy wykryty w liściu laurowym, należy do grupy monoterpenów, uznawany za najważniejszy i najliczniej występujący składnik olejków eterycznych chmielu (może stanowić nawet do 60% wszystkich olejków zawartych w chmielu). Odpowiedzialny za ostry (często określany jako nieszlachetny, niepożądany), świeży, żywiczny, „zielony” aromat chmielu^3,45,48. Mircen jako bardzo lotny związek, w piwie chmielonym w sposób standardowy (podczas gotowania brzeczki) występuje w bardzo niewielkich stężeniach, jego stężenie gwałtownie spada podczas gotowania brzeczki, co pokazuje rysunek 8. Źródła podają różne progi wyczuwalności mircenu w piwie od ok 9,5 μg/l⁴⁹, 13 μg/l⁴, po 30-200 μg/l⁵⁰ w badaniach przeprowadzonych na komercyjnych japońskich piwach stężenie mircenu wyniosło <0,5 μg/l⁴⁹. Chmielenie schłodzonej brzeczki czy piwa w znacznym stopniu ogranicza straty mircenu. Nawet 300 krotnie więcej tego związku znajduje się w piwie chmielonym na zimno, w odniesieniu do piwa „późno” chmielonego⁵¹.

Za flagowy chmiel, któremu przypisuje się mocne nuty mircenu uznaje się amerykańską odmianę Cascade, gdzie mircen stanowi do  60% wag. olejków chmielowych. Jednak w innych amerykańskich chmielach takich jak Amarillo, Citra, Crystal czy Simcoe wartości te potrafią znacznie przekraczać udział na poziomie 60% olejków, w chmielu Chinook blisko 80%⁵². Odmiany europejskie charakteryzują się stosunkowo niskim stężeniem mircenu, przykładowo Saaz 5-13%, Hallertau Mittlefrueh 20-28% czy angielska odmiana Flugge 24-28%, te wykazują najniższe stężenie mircenu spośród odmian europejskich. Jest to jednak nie tylko zależność odmianowa, ale też warunki klimatyczne, warunki wzrostu oraz sposób przechowywania przetworzonego już surowca, silnie wpływają na udział tego związku⁵³.

α-humulen (α-kariofilen) i β-kariofilen  C₁₅H₂₄

Najliczniejsze z  grupy seskwiterpenów, razem z mircenem stanowią 80-90% całości olejków eterycznych zawartych w chmielu⁵⁴. Humulen jest izomerem β-kariofilenu, stąd funkcjonuje również pod nazwą α-kariofilen, jest ona jednak rzadko używana. Seskwiterpeny charakteryzują się wyższą temperaturą wrzenia, a więc mniejszą lotnością⁵⁵.

  Oba związki nadają chmielowi leśny, drzewiasty aromat, humulen charakteryzuje się bardziej sosnowymi nutami⁵². Udział zarówno α-humulenu jak i β-kariofilenu w szyszce chmielu jest silnie związane z odmianą surowca. Humulen może stanowić od kilku procent olejków chmielu (Mandarina Bavaria 5%, Galaxy 2%) po kilkadziesiąt (Perle  do 50%, Northern Brewer 50%), w przypadku większości odmian chmielu wartość ta oscyluje wokół 20%. Kariofilen od 2% (np. Amarillo, Mandarina Bavaria) po 20% (Perle, Aurora),  jednak średnio ok 10%⁵². Dzięki wyższej temperaturze wrzenia, humulen i kariofilen wolniej i w mniejszym stopniu ulatniają się z brzeczki podczas jej gotowania, co obrazują wykresy zależności stężenia związku od czasu gotowania, przedstawione na rysunku 11⁴⁹.

Frakcja tlenowa

Ogromna grupa związków stanowiąca ilościowo mniejszą część olejków chmielowych niż węglowodory (ok 30% olejków), jednak ich skład jest zdecydowanie bardziej złożony. Jest to mieszanina związków wśród których już w 1981 roku wyróżniono 50 alkoholi, 60 różnych aldehydów oraz ketonów, 25 kwasów, 70 estrów, utlenione seskwiterpeny, epoksydy i wiele innych⁴⁷. Lista ta stale powiększała się na przestrzeni lat i wraz z postępem metod oznaczania tych związków.

Związki te zostały zidentyfikowane i są wykrywalne dostępnymi metodami chromatograficznymi, jednak duża część z nich w chmielu, brzeczce czy piwie występuje w stężeniach znacznie mniejszych niż ich próg wyczuwalności, przez co mają nieznaczny udział w kształtowaniu aromatu chmielu czy piwa³. Również interakcje między różnymi związkami, które prowadzą do addytywnego, synergistycznego lub maskującego wrażenia sensorycznego, są trudne do oceny sensorycznej i wskazania jednoznacznego wpływu konkretnego związku na smak czy aromat chmielu i piwa⁵⁷. Wśród wszystkich związków frakcji tlenowej można wyróżnić podział na dwie grupy, związki lotne i nielotne. Pierwsza grupa charakteryzuje się temperaturą wrzenia niższą od mircenu, druga wyższą i to właśnie ta grupa związków cieszy się większym zainteresowaniem wśród piwowarów i naukowców, ze względu na ich większy udział w gotowym produkcie i wpływ na jego smak i aromat⁵⁸. Już we wczesnych stadiach badań nad frakcjami tlenowymi zauważono, że chmiel wraz z upływającym czasem przechowywania jest bogatszy w owe frakcje, kosztem węglowodorów. Procesy utleniania chmielu prowadziły do zwiększenia stężeń nielotnych frakcji tlenowych, przy jednoczesnym spadku stężenia mircenu⁴⁸. Późniejsze badania wykazały, że ponad 40 związków frakcji tlenowych jest efektem utleniania mircenu⁵⁹.

Udowodniono, że linalol działa synergistycznie z geraniolem i cytronelolem (a więc obecność dwóch ostatnich potęguje odczucie pierwszego). Stwierdzono, że wrażenie wyraźnego smaku linalolu i samo odczucie tego związku stało się bardziej owocowe i cytrusowe dzięki współistnieniu z geraniolem i β-cytronelolem⁶². Progi wyczuwalności, jakie podaje literatura  dla tych związków są bardzo rozbieżne. Dla linalolu podawane są wartości od 10 do 80 μg/l, dla geraniolu 4 do 40 mg/l⁶³.

Do związków, wokół których w ostatnich latach wzrosło zainteresowanie należy 3-merkaptoheksan-1-ol (3MH), który charakteryzuje ciekawym i pożądanym przez piwowarów aromatem czarnej porzeczki i grejpfruta, a jego próg wyczuwalności w piwie określono jako 55 μg/l⁶⁴. Kariofilo-3,8-(13)-dien-5-β-ol to związek należący do frakcji tlenowej seskwiterpenów, który udało się zidentyfikować jako pikantny, przyprawowy aromat drzewa cedrowego⁶⁵. Udowodniono, że kolejnych 22 składników o charakterze tlenowych seskwiterpenów odpowiada za podobny, pikantny aromat, a 10 z nich jest efektem utleniania α-humulenu i β-kariofilenu. ⁶⁶.

Mimo, że niektóre źródła podają, że część związków aromatycznych chmielu nie ma jakiegokolwiek wpływu na jego jakość, efekty addytywne, synergiczne a także maskowanie mogą nadal zmienić obraz postrzegania tych związków. Przebadano wartości progowe dwuskładnikowych mieszanek aromatów chmielowych. Stwierdzono, że mieszanina kariofilenu i nerolu ma próg wyczuwalności 170 μg/l, natomiast pojedyncze progi dla tych związków wynoszą odpowiednio 210 mg/l i 1200 μg/l. Połączenie linalolu z farnezenem doprowadziło do wspólnego progu 500 μg/l, podczas gdy sam farnezen ma próg bliski 2000 μg/l. Ponadto, stosunek odpowiednich związków okazał się istotny w tych mieszaninach, co potwierdza niezwykłą złożoność aromatu chmielowego⁶⁷.

Aldehydy, kwasy, ketony

Cała grupa aldehydów została zidentyfikowana w olejkach chmielu, wśród których wyróżnić należy 1-heksanal oraz (Z)-3-heksanal zostały wyróżnione, jako związki wprowadzające zielone, trawiaste nuty z chmielu do gotowego produktu⁶⁴. Ketony takie jak 4-merkapto-4-metylopentan-2-on (4MMP) wzbogacają niektóre odmiany chmielu w aromaty czarnej porzeczki, a generalnie wszystkim związkom ketonowym występującym w chmielu przypisuje się różnego rodzaju aromaty owocowe jak i epoksydom i estrom. Wśród kwasów warto wspomnieć o kwasach tłuszczowych, np. 2-metylomasłowy czy kwas izowalerianowy, które są wynikiem utleniania żywic chmielowych, o charakterystycznym, niepożądanym serowym aromacie⁶⁸.

Rysunek 18. Aldehydy, kwasy, ketony i epoksydy wchodzące w skład frakcji tlenowej olejków chmielowych³.

Estry

Rysunek 19. Estry wchodzące w skład frakcji tlenowej olejków chmielowych³.

To ważna grupa związków wchodzących w skład olejków chmielowych, ze względu na ich intensywny, owocowy aromat oraz szeroki zakres temperatur wrzenia⁴⁸. Mają duży udział w kreowaniu aromatu chmielu⁴⁷.  Zauważono, że olejki chmielowe o wysokiej zawartości estrów mają bardziej delikatny i przyjemny aromat⁶⁹. Przykładami estrów powszechnie obecnych w chmielu o owocowych aromatach są: 2-metylomaślan etylu, 2-metylopropanian etylu (aromat ananasa), 3-metylobutonian etylu oraz 4-metylopentanian etylu⁵².

Związki siarki

Rysunek 20. Związki siarki wchodzące w skład olejków chmielowych³.

Stanowią mały procent związków wchodzących w skład olejków chmielowych, jednak ich intensywne aromaty oraz niskie progi wyczuwalności (nawet od 0,02 ppb!) powodują, że odgrywają ważną rolę we współtworzeniu aromatu chmielu^4,70. Większe ich stężenia zaobserwowano w olejkach destylowanych w temperaturze 100ºC niż w 25ºC, co świadczy o tym, że w znaczniejszym stopniu przechodzą do piwa podczas późnego chmielenia niż podczas chmielenia na zimno⁴. Wyróżniamy tu kilka grup związków siarki, m.in. tioestry, prostołańcuchowe siarczki, cykliczne siarczki terpenoidowe i inne⁴⁷. Związkom siarkowym przypisuje się w większości negatywne aromaty, jakie nadają gotowemu produktowi za pośrednictwem chmielu. Duża grupa tioestrów charakteryzuje się aromatem gotowanych warzyw, nieprzyjemnymi serowymi, cebulowo-czosnkowymi nutami (np. siarczek 3,3-dimetyloallilometylu), czy zapachami pieczonego mięsa (2-metylo-3-furanotiol)⁷¹. Występują tu również związki naturalnie kojarzone z chmielem i jego przyjemnymi aromatami, takie jak tioheksanian S-metylu, który dostarcza zielonych, owocowych aromatów, określonych również jako aromat ananasa⁷². Próg wyczuwalności związków z grupy tioestrów rozpoczyna się od 1 ppb i nie przekracza wartości 40 ppb⁴. Niewiele z omawianych związków siarki pozostaje w brzeczce po gotowaniu, a ich wprowadzenie do produktu jest możliwe tylko przez chmielenie na aromat, przykładem są S-metyl 2-metylobutylotioan i heksanotiolan S-metylu są głównymi tioestrami, jakie wykrywa się w piwach chmielonych na zimno⁴.

Związkiem siarki, który ostatnimi czasy wzbudza wyjątkowo duże zainteresowanie jest 4-merkapto-4-metylopentan-2-on (4MMP). Jego winogronowy, przyjemny aromat można znaleźć tylko w nielicznych odmianach chmielu, opisywany również jako aromat czarnej porzeczki, a próg wyczuwalności to jedynie 1,5 ppt(!)⁶⁴. Na jego obecność ma wpływ w głównej mierze szerokość geograficzna, tj. położenie plantacji i warunki pogodowe, 4MMP wykryto w odmianach z USA, Australii i Nowej Zelandii, nie stwierdzono jego obecności jednak w odmianach europejskich⁷³.

Rysunek 21. Wzór strukturalny 4MMP.

Rysunek 22. Podział polifenoli wchodzących w skład chmielu^3,74.

Ostatnia z najważniejszych grup związków występujących w chmielu. Stanowi do 4% suchej masy szyszki, w odróżnieniu od wyżej opisanych związków, większość polifenoli znajduje się w gałązkach i podsadkach, nie w lupulinie³. Polifenole, inaczej garbniki, to związki chemiczne z grupy fenoli, które swoją budową wyróżniają się występowaniem dwóch lub więcej grup hydroksylowych, przyłączonych do pierścienia aromatycznego. Ich skład i stężenie w chmielu zależy od odmiany, miejsca uprawy, techniki zbioru i stopnia zestarzenia chmielu⁷⁵. Większą zawartością polifenoli charakteryzują się aromatyczne odmiany chmielu, ponieważ w gorzkie α-kwasy są syntetyzowane w chmielu kosztem właśnie polifenoli⁷⁶.

Polifenole chmielowe można podzielić na flawonole (np. kwercetyna), flawan-3-ole (tj. Flawanole lub flawanoidy, np. Katechina), fenolowe kwasy karboksylowe (np. Kwas ferulowy) i inne związki polifenolowe (np. Prenyloflawonoidy i glukozydy multifidolu)⁷⁵. Część ze związków garbnikowych jest przypisana konkretnej odmianie chmielu, co więcej wśród polifenoli występujących w chmielu występują związki, które jak dotąd wyizolowano wyłącznie z tego surowca (np. glukozydy multifidolu, prenyloflawonoidy: ksantohumol, demetyloksantohumol, 6-prenylonaringenina i 8-prenylonaringenina)^74,77.

Związki polifenolowe znajdujące się w piwie w około 20-30% pochodzą z chmielu, pozostałe 70-80% jest dostarczane ze słodem⁷⁸. Wśród związków garbnikowych wyróżnia się te niskocząsteczkowe oraz wysokocząsteczkowe, pełnią one różne role w brzeczce czy piwie. Pierwsze wykazują właściwości przeciwutleniające, mają zdolności antyoksydacyjne, chroniąc przy tym brzeczkę czy piwo przed procesami utleniania, a co za tym idzie, zwiększając stabilność sensoryczną gotowego produktu. Działanie przeciwutleniające polifenoli chmielu opiera się na trzech zjawiskach: są pułapkami wolnych rodników, hamują lipooksygenazy oraz chelatują, tj. maskują jony metali przyczyniających się do powstawania rodnika hydroksylowego, czyli jonów żelaza i miedzi⁷⁹.  Wysokocząsteczkowe polifenole chmielu mają wpływ na barwę piwa i jego zmętnienie, mowa tu głównie o proantocyjanidynach (dimery, trimery katechiny, epikatechiny i galokatechiny)⁷⁹.

Najbardziej znanym, ze względu na jego właściwości prozdrowotne jest ksantohumol.

Ksantohumol

Należący do prenyloflawonoidów (stanowiący aż 90% tej grupy polifenoli) związek o charakterze chalkonu, jeden z najliczniej występujących polifenoli chmielu, może stanowić nawet do 1,7% jego suchej masy^3,80. Badania dotyczące polskich odmian chmielu (Izabela, Marynka, Zula) wskazują, że odmiany te zawierają od 0,5 do 0,8% ksantohumolu, co stawia je na przodującej pozycji wśród odmian europejskich⁸¹. To jedyny ze związków polifenolowych wytwarzany i znajdujący się w lupulinie szyszki chmielu, będąc jednocześnie składnikiem żywic chmielu. Jest wyjątkowo aktywnym związkiem polifenoli, jest skutecznym przeciwutleniaczem, neutralizuje wolne rodniki⁸¹. W formie, w jakiej występuje w chmielu jest słabo rozpuszczalny, dopiero w procesie warzenia brzeczki ulega niemal całkowitej termicznej izomeryzacji do lepiej rozpuszczalnego, lecz mniej aktywnego biologicznie izoksantohumolu⁸².

Rysunek Wzór strukturalny ksantohumolu i izoksantohumolu³.

W ostatnich dekadach zainteresowanie ksantohumolem wzrosło, ze względu na doniesienia dotyczące jego właściwości prozdrowotnych. Jest on silnym przeciwutleniaczem, zapobiega wielu chorobom takim jak choroba niedokrwienna serca, wykazuje również właściwości przeciwbakteryjne, przeciwgrzybicze oraz przeciwwirusowe. Ksantohumol jest również związkiem o potencjalnym działaniu przeciwnowotworowym⁸¹.

Izomeryzacja α-kwasów chmielu

α-kwasy w formie, w jakiej występują w chmielu są substancjami nierozpuszczalnymi w wodzie. Dopiero pod wpływem gotowania dochodzi do konwersji α-kwasów (kohumulon, humulon i adhumulon) w rozpuszczalne w wodzie izo-α-kwasy (izokohumulon, izohumulon, izoadhumulon), a proces ten nazywamy izomeryzacją termiczną. Wydajność izomeryzacji podczas gotowania to maksymalnie 50-60%, a 25-40% początkowego potencjału goryczkowego pozostaje w gotowym produkcie^83,84. Niska wydajność procesu izomeryzacji wynika przede wszystkim ze słabej rozpuszczalności kwasów α w brzeczce. Sama reakcja izomeryzacji osiąga wyższą wydajność w środowisku alkalicznym, które jest niemożliwe do osiągnięcia w warunkach browaru (ph brzeczki ok 5-5,5ºP)⁸⁴. Rysunek 24 przedstawia zizomeryzowane formy α-kwasów.

Mechanizm izomeryzacji humulonu opublikowano w 1971 roku. Poprzez ketonizację dwa łańcuchy boczne 3-metylo-2-butenylu są położone w pozycji trans, w konsekwencji czego powstaje jednostka acyloinowa zawierająca trzeciorzędową funkcję alkoholową. W rezultacie powstaje kolejny układ α-ketolowy i nowe centrum chiralne. Tak więc każdy kwas α tworzy dwa epimeryczne izo-α-kwasy, rozróżniane jako trans-izo-α-kwasy i cis-izo-α-kwasy, w zależności od przestrzennego rozmieszczenia trzeciorzędowej funkcji alkoholowej w pozycji C-4 i łańcuchu bocznym prenylu w miejscu C-5. Terminy trans i cis wskazują, że grupy te wskazują odpowiednio przeciwne twarze i tę samą ścianę pierścienia. W konsekwencji 6 głównych izo-α-kwasów (trans-izohumulon i cis-izohumulon, trans-izokohumulon i cis-izokohumulon, trans-izoadhumulon i cis-izoadhumulon) są obecne w piwie, powstałe w wyniku konwersji 3 głównych α-kwasów odpowiednio humuloni, kohumulonu i adhumulonu⁸⁵.

Zauważono, że izomeryzacja humulonu jest reakcją odwracalną, mianowicie gdy izohumulon ogrzewa się w brzeczce, w roztworze buforowym o pH 4,5 lub w 0,1 N węglanie disodowym, powstaje 10–15% humulonu. Taki sam procent humulonu jesteśmy w stanie uzyskać, gdy izohumulon jest wstrząsany w dwufazowym układzie izooktanu i wodnym roztworze buforowym o pH 5,0⁴. Stosunek stereoizomerów izo- oraz trans- zależy od warunków reakcji. W brzeczce jest to zwykle 68:32 na korzyść związków cis⁸⁶. Jednak stosunek T/C zmienia się w zależności od czasu wrzenia, na początku wrzenia powstaje więcej trans-izo-α-kwasów niż cis-izo-α-kwasów. Wyższy stosunek T/C obserwowany na początku wrzenia jest związany z niższą energią aktywacji potrzebną do tworzenia izomerów trans^12,87.

Wiele różnych czynników wpływa na wydajność izomeryzacji α-kwasów, w tym temperatura, szybkość i czas gotowania, pH brzeczki, ekstrakt, dawka chmielu, rodzaj użytych produktów chmielowych a nawet konstrukcja kotła warzelnego⁸⁴. Izomeryzacja jest reakcją zachodzącą spontanicznie w zakresie temperatur 70-120ºC, przy zastosowaniu niskich temperatur jej wydajność spada, podobnie w przypadku krótkiego czasu gotownia⁸⁸. Gotowanie brzeczki stężonej brzeczki o wysokim ekstrakcie również negatywnie wpływa na wydajność izomeryzacji⁷⁵. Odkryto, że proces może być katalizowany przez dwuwartościowe jony metali (takie jak wapń czy magnez). W przeprowadzonym doświadczeniu wskazano na wpływ suplementacji w jony magnezu (II), dzięki czemu po 10 minutach w temperaturze 70ºC uzyskano izomeryzację z wydajnością 90%, gdzie stosunek izomerów cis- do trans- wyniósł 55 do 45¹². Wpływ Ph na wydajność izomeryzacji wydaje się być niepomijalny. Wykazano bardzo szybką konwersję α-kwasów w izo-α-kwasy w środowisku o wysokim pH na poziomie 11,4 nawet przy stosunkowo niskich temperaturach reakcji (48-58ºC)⁸⁹.

Znaczna część kwasów goryczkowych chmielu jest tracona razem z gorącym osadem, w momencie klarowania brzeczki. Duże straty tych związków przypisuje się również samemu procesowi fermentacji. Finalnie maksymalnie 40% α-kwasów dodanych do brzeczki pozostaje w piwie w postaci izo-α-kwasów^75,90. Na etapie wytrącania gorącego osadu obserwuje się większe straty izo-α-kwasów, natomiast na etapie fermentacji w większym stopniu dotyczą α-kwasów które przeszły do piwa, w głównej mierze związane są z drożdżami górnej fermentacji, zbierającymi się w górnej części tanku fermentacyjnego, niż z samymi komórkami zawieszonymi w piwie. W większym stopniu tracone są izomery trans- niż cis-^90,91. Potwierdzono również, że straty związków goryczkowych są większe dla brzeczek stężonych i bogatszych w azot⁹⁰.

Ograniczona wydajność izomeryzacji jest skutkiem wytrącania się białek podczas gotowania⁹². Doniesienia sugerują, że kohumulon jest bardziej wydajnie izomeryzowany w porównaniu do humulonu. Podczas gotowania brzeczki ilość wytworzonego izokohumulonu jest wyższa niż suma izoadhumulonu i izohumulonu, również jego strata na etapie fermentacji jest niższa niż sumy tych dwóch związków^93,94. Porównano próby izomeryzacji w warunkach laboratoryjnych (500 ml) i w skali przemysłowej (900 hl). Autorzy stwierdzili znaczącą różnicę w wydajności izomeryzacji, 49% izomeryzacji w skali laboratoryjnej i tylko 24% wydajności izomeryzacji w warunkach przemysłowych. Różnice zostały przypisane wyższemu pH brzeczki w próbach laboratoryjnch (pH = 5,5) w porównaniu z brzeczką przemysłową (pH = 4,8), a wydajność izomeryzacji była niższa w brzeczce o wyższym ekstrakcie⁹⁵.

Izo-α-kwasy wykazują dużo lepszą rozpuszczalność w wodzie (120 mg/l) w odniesieniu do α-kwasów (3 mg/l), dodatkowo udowodniono, że są dziewięć razy bardziej gorzkie od ich niezizomeryzowanych prekursorów⁹⁶.

Zbiory chmielu przypadają na jeden, maksymalnie dwa miesiące w roku. W przypadku polskich odmian chmielu zbiory trwają nieraz od końca sierpnia po październik. Zebrane z plantacji szyszki chmielu są wstępnie suszone, by wytrzymały okres magazynowania przed procesem przetwórczym. Większość chmielu przetwarzana jest na produkty chmielowe, tj. granulat chmielowy (60%) i ekstrakty (20%), resztę przeznacza się na produkty izomeryzowane. Tylko bardzo niewielka część (2%) jest sprzedawana w postaci świeżych szyszek chmielu⁹⁷. Wydawać by się mogło, że produkty, które już w pewnym stopniu są przetworzone wykazują stabilność. Tymczasem podczas przechowywania chmielu (również przetworzonego) dochodzi do zmian jego składu chemicznego, co powoduje zauważalne pogorszenie jakości.

Powszechnie wiadomo, że podczas przechowywania wzrasta ilość żywic twardych, kosztem żywic miękkich, powoduje również duże straty olejków chmielowych. Na zmiany jakościowe chmielu podczas przechowywania wpływa wiele czynników. Do najważniejszych zalicza się temperaturę, czas przechowywania, odmianę chmielu, dostęp do tlenu i światła⁹⁸. W 1966 roku opublikowano wyniki, jednocześnie obalając różne krążące mity o wpływie przechowywania chmielu na jego jakość. Oto kilka wniosków z badań⁹⁹:

• Spadek zawartości α- i β- kwasów w przechowywanym chmielu, a zarazem wzrost ilości żywic twardych są potęgowane poprzez podnoszenie temperatury przechowywania.
• Zawartość żywic ogółem w chmielu pozostaje stała, zmienia się jedynie stosunek żywic miękkich do twardych.
• Stężenie olejków chmielowych znacząco spada podczas przechowywania, nawet w temperaturze 0ºC.
• Bardziej wrażliwe na utlenianie są frakcje węglowodorowe olejków niż frakcje tlenowe.
• Po 6 miesiącach przechowywania w 25ºC ser pachniał serowato, był wysuszony a jego kolor zmienił się w brąz.

Badania przeprowadzone na czeskich odmianach chmielu (Saaz, Sladek, Premiant, Agnus) wykazały silny wpływ temperatury oraz odmiany chmielu na zmiany w jego składzie chemicznym, w czasie przechowywania 12 miesięcy. Próby przechowywane w temperaturze pokojowej wykazały od 31% do 80% spadku zawartości α-kwasów, podczas gdy te same próby przechowywane w klimatyzowanym magazynie wykazywały straty α-kwasów już na poziomie 5-27%¹⁰⁰.

Silny wpływ odmiany na zmiany, jakie zachodzą w chmielu podczas przechowywania obrazują dwa wykresy znajdujące się na Rysunku 27. Obniżenie stężenia olejków chmielu silnie zależy od odmiany, ponieważ sam skład i proporcje związków aromatycznych różnią się pomiędzy odmianami.

W starym chmielu wyczuwalne są charakterystyczne, nieprzyjemne aromaty dzięki kwasom takim jak izowalerianowy, izomasłowy i 2-metylomasłowy, wytwarzanym przez rozszczepienie acylowych łańcuchów bocznych żywic. Świeży chmiel zawiera od 1 do 3% lotnych kwasów; po trzech latach przechowywania wartość ta wzrastna nawet  do 20%. Łańcuchy boczne izoprenylowe tzw. wyparte tworzą głównie 2-metylo-3-buten-2-ol, który pojawia się w chmielu po suszeniu, jego stężenie wzrasta podczas przechowywania. Uważa się, że jest odpowiedzialny za usypiające działanie chmielu⁴. Produkty utleniania α- i β-kwasów, tj. kwas humulinowy i hulupony kumulują się podczas procesów starzenia chmielu, związki te nazywane są ogólnie jako „nie-izo-goryczkowe”, określane skrótem NIBC (Non Iso-humulone Bitter Compounds) mają znaczący wpływ na goryczkę piwa¹⁰¹. Według badań piwa o wysokim stężeniu związków z grupy NIBC charakteryzują się ostrą, cierpką goryczką¹⁰².

Zmiany jakości przechowywanego chmielu można kontrolować przy użyciu współczynnika HSI (Hop Storage Index), który jest wskaźnikiem stopnia degradacji α- i β-kwasów (oznaczany spektrofotometrycznie). Utlenione formy związków goryczkowych absorbują światło przy długości fali 275 nm, podczas gdy dla związków goryczkowych długość fali wynosi 325 nm. Stosunek absorbancji w długości 275 nm do absorbancji dla 325 nm daje wynik HSI, dlatego im ten wynik jest niższy, tym lepiej – mniej związków goryczkowych uległo utlenieniu podczas przechowywania. Wykazano, że istnieje tu liniowa zależność pomiędzy utratą żywic miękkich a wzrostem wartości współczynnika HSI, co można zauważyć na Rysunku 28¹⁰³. Dzięki tej tendencji opracowano wzór, który umożliwia przewidzieć poziom strat związków goryczkowych w zależności od wartości HSI dla danego chmielu⁴.

%(α+β) strat = 110 log (HSI/0,25)

1. DE KEUKELEIRE, D. The effects of hops on flavour stability and beer properties. Cerevisia Biotechnol. (1993).

2. Kunze, W. Technology Brewing and Malting. (VLB, 2014).

3. Almaguer, C., Schönberger, C., Gastl, M., Arendt, E. K. & Becker, T. Humulus lupulus – a story that begs to be told. A review. Journal of the Institute of Brewing – Wiley Online Library (2014).

4. Briggs, D. E., Boulton, C. A. & Brookes, P. A. The chemistry of hop constituents, in Brewing – Science and Practice. (CRC Press: Boca Raton, FL, 2004).

5. Recommendations concerning nomenclature of hop resin components. J. Inst. Brew. (1969) doi:10.1002/j.2050-0416.1969.tb03222.x.

6. Zechmeister, L. et al. Fortschritte der chemie organischer na turstoffe progress in the chemistry of organic natural products progres dans la chimie des substances organiques naturelles herausgegeben von edited by redige par punpundzw anzigster band twenty;=pifth volume vingt.c. (1967) doi:10.1007/978-3-7091-8164-5.

7. EBC & ASBC. Hop resin nomenclature. J Inst Brew 63, 286–288 (1957).

8. J. S. Hough, D. E. Briggs, R. Stevens, T. W. Y. Malting and Brewing Science: Volume II Hopped Wort and Beer. Springer (2012).

9. Marta Mielczarek, Joanna Kołodziejczyk, B. O. The medicinal properties of Humulus lupulus L. Postępy Fitoter. (2010).

10. Jaskula, B., Goiris, K., De Rouck, G., Aerts, G. & De Cooman, L. Enhanced Quantitative Extraction and HPLC Determination of Hop and Beer Bitter Acids. J. Inst. Brew. 113, 381–390 (2007).

11. KOLPIN, K. M. & SHELLHAMMER, T. H. The Human Bitterness Detection Threshold of Iso-α-acids and Tetrahydro-iso-α-acids in Lager Beer. Journal of the American Society of Brewing Chemists vol. 67 200–205 (2009).

12. Verzele, M. & Keukeleire, D. De. Chemistry and analysis of hop and beer bitter acids. (1991).

13. Caballero, I., Blanco, C. A. & Porras, M. Iso-α-acids, bitterness and loss of beer quality during storage. Trends in Food Science and Technology vol. 26 21–30 (2012).

14. Skinner, R. N., Hildebrand, R. P. & Clarke, B. J. The effect of storage temperature on the stability of the alpha-acids content of baled hops. J. Inst. Brew. 83, 290–294 (1977).

15. Nickerson, G. B., Williams, P. A. & Haunold, A. Varietal Differences in the Proportions of Cohumulone, Adhumulone, and Humulone in Hops. J. Am. Soc. Brew. Chem. 44, 91–94 (1986).

16. Rigry, F. L. & Bethune, J. L. Countercurrent Distribution of Hop Constituents. Proceedings. Annu. Meet. – Am. Soc. Brew. Chem. 10, 98–105 (1952).

17. Wackerbauer, K., (Germany), U. B.-B. international & 1993, U. Hop bitter compounds in beer. Part II: The influence of cohumulon on beer quality. agris.fao.org.

18. Shellhammer, T., Gitelman, A., Congress, M. M. W. B., Diego, S. & 2004, U. A comparison of the bitter quality of beer produced with high and low co-humulone hop varieties.

19. Howard, G. A. & Tatchell, A. R. Development of resins during the ripening of hops. J. Inst. Brew. 62, 251–256 (1956).

20. Haseleu, G., Intelmann, D. & Hofmann, T. Structure determination and sensory evaluation of novel bitter compounds formed from β-acids of hop (Humulus lupulus L.) upon wort boiling. Food Chem. 116, 71–81 (2009).

21. Haseleu, G., Intelmann, D. & Hofmann, T. Identification and RP-HPLC-ESI-MS/MS quantitation of bitter-tasting β-acid transformation products in beer. J. Agric. Food Chem. 57, 7480–7489 (2009).

22. De Keukeleirc, D. Fundamentals of beer and hop chemistry. Quim. Nova 23, 108–112 (2000).

23. Stevens, R. The chemistry of hop constituents. Chem. Rev. 67, 19–71 (1967).

24. Dig, F. R.-B. & 1958, U. The practical significance of recent developments in the chemical analysis of hops.

25. Laws, D. R. J. Hop resins and beer flavour v. The significance of oxidized hop resins in brewing. J. Inst. Brew. 74, 178–182 (1968).

26. Burton, J. S. & Stevens, R. Evaluation of hops. Xi. The hard resin and presence of hulupinic acid. J. Inst. Brew. (1965) doi:10.1002/j.2050-0416.1965.tb02024.x.

27. Roberts, T. R. & Falconer, R. Hops. in Handbook of Brewing 145–224 (CRC Press, 2017). doi:10.1201/9781351228336-7.

28. Stevens, J. F., Taylor, A. W. & Deinzer, M. L. Quantitative analysis of xanthohumol and related prenylflavonoids in hops and beer by liquid chromatography-tandem mass spectrometry. J. Chromatogr. A 832, 97–107 (1999).

29. Walker, T. K., Zakomorny, M. & Blakebrough, N. “Delta resin,” a water-soluble, bitter, bacteriostatic portion of the resin of hops. J. Inst. Brew. 58, 439–442 (1952).

30. Bausch, H. A., Rothenbach, E. F. & Müke, O. Die δ-Harze des Hopfens. Food / Nahrung 10, 123–133 (1966).

31. Almaguer, C., Gastl, M., … M. D.-W. B. & 2012, U. A study of the functionality of hop epsilon-resins as a novel brewing product. mediatum.ub.tum.de.

32. Stevens, R. & Wright, D. Evaluation of hops. X. Hulupones and the significance of β acids in brewing*. J. Inst. Brew. 67, 496–501 (1961).

33. Almaguer, C., Gastl, M., … M. D.-W. B. & 2012,  undefined. A study of the functionality of hop epsilon-resins as a novel brewing product. mediatum.ub.tum.de.

34. Dresel, M. & Hofmann, T. Revealing the impact of hops hard resin on the beers’ bitterness. in 10th International Trends in Brewing, Ghent (2012).

35. Shimwell, J. L. On the relation between the staining properties of bacteria and their reaction towards hop antiseptic. J. Inst. Brew. 43, 111–118 (1937).

36. Mizobuchi, S. & Sato, Y. Antifungal activities of hop bitter resins and related compounds. Agric. Biol. Chem. 49, 399–403 (1985).

37. Simpson, W. J. Cambridge prize lecture. Studies on the sensitivity of lactic acid bacteria to hop bitter acids. J. Inst. Brew. 99, 405–411 (1993).

38. Kunimune, T. & Shellhammer, T. H. Foam-stabilizing effects and cling formation patterns of iso-α-acids and reduced iso-α-acids in lager beer. J. Agric. Food Chem. 56, 8629–8634 (2008).

39. De Keukeleire, D. Fundamentals of beer and hop chemistry. Quim. Nova 23, 108–112 (2000).

40. Smith, R. J., Davidson, D. & Wilson, R. J. H. Natural foam stabilizing and bittering compounds derived from hops. J. Am. Soc. Brew. Chem. 56, 52–57 (1998).

41. Weiss, A. et al. Sensory and Analytical Characterisation of Reduced, Isomerised Hop Extracts and Their Influence and Use in Beer. J. Inst. Brew. 108, 236–242 (2002).

42. Wilson, R. J. H., Roberts, T. R., Smith, R. J., Bradley, L. L. & Moir, M. The inherent foam stabilising and lacing properties of some minor, hop-derived constituents of beer. in European Brewery Convention Symposium Beer Foam Quality 188–207 (1998).

43. Diffor, D. W., Likens, S. T., Rehberger, A. J. & Burkhardt, R. J. The Effect of Isohumulone/Isocohumulone Ratio on Beer Head Retention. J. Am. Soc. Brew. Chem. 36, (1978).

44. Briggs, D. E., Brookes, P. A., Stevens, R. & Boulton, C. A. Brewing: science and practice. (Woodhead Publishing Limited and CRC Press, 2004).

45. Velde, N. Van de & Verzele, M. High performance liquid chromatography of hop and beer extracts with photodiode array detection. J. Inst. Brew. 92, 584–587 (1986).

46. Roberts, M. T., Dufour, J.-P. & Lewis, A. C. Application of comprehensive multidimensional gas chromatography combined with time-of-flight mass spectrometry (GC×GC-TOFMS) for high resolution analysis of hop essential oil. J. Sep. Sci. 27, 473–478 (2004).

47. Sharpe, F. R. & Laws, D. R. J. The essential oil of hops a review. J. Inst. Brew. 87, 96–107 (1981).

48. Howard, G. A. & Slater, C. A. Evaluation of hops vii. Composition of the essential oil of hops. J. Inst. Brew. 63, 491–506 (1957).

49. Kishimoto, T. Hop-Derived Odorants Contributing to the Aroma Characteristics of Beer. Kyoto University (2008).

50. Silbereisen, K., Kruger, K., Wagner, B., Brau, M. F.-M. & 1968, U. Einfluss einiger hopfenaolkomponenten auf geschmack und aroma des bieres. Monatsschr. Brau (1968).

51. Haley, J. & Peppard, T. L. Differences in utilisation of the essential oil of hops during the production of dry-hopped and late-hopped beers. J. Inst. Brew. 89, 87–91 (1983).

52. Hieronymus, S. For the love of Hops. The Practical Guide to Aroma, Bitterness and the Culture of Hops. (Kristi Switzer, 2012).

53. Myrcene: the Green Giant of hop aroma | beer sensory science. https://beersensoryscience.wordpress.com/2011/08/08/myrcene/.

54. Chapman, A. C. The essential oil of hops. J. Inst. Brew. 35, 247–255 (1929).

55. Jahnsen, V. J. Composition of hop oil. J. Inst. Brew. 69, 460–466 (1963).

56. Kiujkeleire, D. De, David, F., Hauhebaert, K. & Sandra, P. Automated reporting on the quality of hops and hop products. J. Inst. Brew. 104, 75–82 (1998).

57. Schönberger, C. & Kostelecky, T. 125th Anniversary Review: The Role of Hops in Brewing. J. Inst. Brew. 117, 259–267 (2011).

58. Roberts, J. B. & Stevens, R. Composition and biogenesis of essential oil of hops. J. Inst. Brew. 68, 420–427 (1962).

59. Dieckmann, R. H. & Palamand, S. R. Autoxidation of some constituents of hops. I. Monoterpene hydrocarbon, myrcene. J. Agric. Food Chem. 22, 498–503 (1974).

60. Sakuma, S., Hayashi, S. & Kobayashi, K. Analytical Methods for Beer Flavor Control. J. Am. Soc. Brew. Chem. 49, (1991).

61. Peacock, V. The value of linalool in modeling hop aroma in beer. Tech. Q. Master Brew. Assoc. (2010).

62. Takoi, K. et al. The Contribution of Geraniol Metabolism to the Citrus Flavour of Beer: Synergy of Geraniol and β-Citronellol Under Coexistence with Excess Linalool. J. Inst. Brew. 116, 251–260 (2010).

63. Meilgaard, M. C. Flavor chemistry of beer: part II: flavour and threshold of 239 aroma volatiles. Tech. Q. Master Brew. Assoc. Am. 12, 151–168 (1975).

64. Kishimoto, T., Wanikawa, A., Kono, K. & Shibata, K. Comparison of the odor-active compounds in unhopped beer and beers hopped with different hop varieties. J. Agric. Food Chem. 54, 8855–8861 (2006).

65. Nielsen, T. Character-impact hop aroma compounds in ale. in 1st International Brewers Symposium. Master Brewers (2009).

66. Van Opstaele, F., Praet, T., Aerts, G. & De Cooman, L. Characterization of Novel Single-Variety Oxygenated Sesquiterpenoid Hop Oil Fractions via Headspace Solid-Phase Microextraction and Gas Chromatography–Mass Spectrometry/Olfactometry. J. Agric. Food Chem. 61, 10555–10564 (2013).

67. Hanke, S. et al. Influence of ethyl Acetate, Isoamyl Acetate and Linalool on off-flavour Perception in Beer. Brew. Sci. 63, 94–99 (2010).

68. Van Opstaele, F. et al. Hops: Aroma and Bitterness Perception. Belgian J. Brew. Biotechnol. 31, 167–188 (2006).

69. Rigby, F. L. & Bethune, J. L. Separation of the Aromatic Constituents of Hops. Proceedings. Annu. Meet. – Am. Soc. Brew. Chem. 13, 174–183 (1955).

70. Guadagni, D. G., Buttery, R. G. & Okano, S. Odour thresholds of some organic compounds associated with food flavours. J. Sci. Food Agric. 14, 761–765 (1963).

71. J.C., S., A., S. & M., M. The flavor contribution of sulfur compounds in hops [Brewing industry]. Tech. Q. Master Brew. Assoc. Am. (1981).

72. Berger, C. et al. Combinatorial approach to flavor analysis. 2. Olfactory investigation of a library of S-methyl thioesters and sensory evaluation of selected components. J. Agric. Food Chem. 47, 3274–3279 (1999).

73. Kishimoto, T., Kobayashi, M., Yako, N., Iida, A. & Wanikawa, A. Comparison of 4-mercapto-4-methylpentan-2-one contents in hop cultivars from different growing regions. in Journal of Agricultural and Food Chemistry vol. 56 1051–1057 (American Chemical Society, 2008).

74. Biendl, M. Hops and Health. (2009) doi:10.1094/TQ-46-2-0416-01.

75. Benitez, J. L. et al. Hops and Hop Products. in European Brewery Convention Manual of Good Practice (1997).

76. Kammhuber, K. Differentiating between the world range of hop varieties according to bitter compounds and polyphenols. Hopfenrundschau Int. 5.06, 42–46 (2005).

77. Stevens, J. F., Miranda, C. L., Buhler, D. R. & Deinzer, M. L. Chemistry and biology of hop flavonoids. J. Am. Soc. Brew. Chem. 56, 136–145 (1998).

78. Neve, R. A. Hops. Chapman Hall (1991).

79. Mikyška, A., Hrabák, M., Hašková, D. & Šrogl, J. The role of malt and hop polyphenols in beer quality, flavour and haze stability. J. Inst. Brew. 108, 78–85 (2002).

80. Stevens, J. F., Ivancic, M., Hsu, V. L. & Deinzer, M. L. Prenylflavonoids from Humulus lupulus. Phytochemistry 44, 1575–1585 (1997).

81. Gołąbczak, J. & Gendaszewska-Darmach, E. Ksantohumol i inne prenyloflawonoidy szyszek chmielu-aspekty biologiczne i technologiczne. Biotechnologia 1, 82–96 (2010).

82. Stevens, J. F. & Page, J. E. Xanthohumol and related prenylflavonoids from hops and beer: To your good health! Phytochemistry 65, 1317–1330 (2004).

83. Bamforth, C. W. Beer: An Ancient Yet Modern Biotechnology. Chem. Educ. 5, 102–112 (2000).

84. Jaskula-Goiris, B., De Cooman, L. & Goiris, K. Humulus lupulus: Hop Alpha-acids Isomerization – A Review. BrewingScience vol. 71 85–95 (2018).

85. De Keukeleire, D. & Verzele, M. The absolute configuration of the isohumulones and the humulinic acids. Tetrahedron 27, 4939–4945 (1971).

86. Spetsig, L. O. On the isohumulones of beer. in Proc. Eur. Brew. Conv. Congr. Stockholm 417–422 (1965).

87. Cooman, L., Aerts, G., Overmeire, H. & Keukeleire, D. Alterations of the Profiles of Iso-α-Acids During Beer Ageing, Marked Instability of Trans-Iso-α-Acids and Implications for Beer Bitterness Consistency in Relation to Tetrahydroiso-α-Acids. J. Inst. Brew. 106, 169–178 (2000).

88. Malowicki, M. G. & Shellhammer, T. H. Isomerization and degradation kinetics of hop (Humulus lupulus) acids in a model wort-boiling system. J. Agric. Food Chem. 53, 4434–4439 (2005).

89. Askew, H. O. CHANGES IN HOP α ACIDS CONCENTRATIONS ON HEATING IN AQUEOUS SOLUTIONS AND UNHOPPED WORTS. J. Inst. Brew. 70, 503–513 (1964).

90. Laws, D. R. J., McGuinness, J. D. & Rennie, H. The losses of bitter substances during fermentation. J. Inst. Brew. 78, 314–321 (1972).

91. Jaskula, B., Goiris, K. & Opstaele, F. Hopping technology in relation to α-acids isomerization yield, final utilization, and stability of beer bitterness. J. Am. Soc. Brew. Chem. 67, 44–57 (2009).

92. Howard, G. A. & Slater, C. A. Utilization of humulone and cohumulone in brewing. J. Inst. Brew. 63, 478–482 (1957).

93. Ono, M., Kakudo, Y., Yamamoto, Y., Nagami, K. & Kumada, J. Quantitative Analysis of Hop Bittering Components and Its Application to Hop Evaluation. J. Am. Soc. Brew. Chem. 42, (1984).

94. Irwin, A. J., Murray, C. R. & Thompson, D. J. An Investigation of the Relationships between Hopping Rate, Time of Boil, and Individual Alpha-Acid Utilization. J. Am. Soc. Brew. Chem. 43, 145–152 (1985).

95. McMurrough, I., Cleary, K. & Murray, F. Applications of High-Performance Liquid Chromatography in the Control of Beer Bitterness. J. Am. Soc. Brew. Chem. 44, 101–108 (1986).

96. Peacock, V. Fundamentals of Hop Chemistry, MBAA Tech. 4–8 (1998).

97. Biendl, M. Hop growing and usage since 1994. in EBC Hop Symposium (2010).

98. Wain, J., Baker, C. D., Laws, D. R. J. & Wain, J. Deterioration of pelleted hop powders during long-term storage. J. Inst. Brew. 83, 235–240 (1977).

99. Whitear, A. L. Changes in resin composition and brewing behaviour of hops during storage. J. Inst. Brew. 72, 177–183 (1966).

100. Krofta, K., Nesvadba, V., Ticha, J. & Urban, J. Qualitative and economic aspects of ageing of Czech hop varieties. Kvas. Prum. (2003).

101. Kowaka, K., Fukuoka, Y., Kawasaki, H. & Asano, K. True value of aroma hops in brewing. in Proceedings of the congress-European Brewery Convention. (1983).

102. Ono, M., Kakudo, Y., Yamamoto, Y., Nagami, K. & Kumada, J. Simultaneous Analysis of Hop Bittering Components by High-Performance Liquid Chromatography and Its Application to the Practical Brewing. J. Am. Soc. Brew. Chem. 43, (1985).

103. Likens, S. T., Nickerson, G. B. & Zimmermann, C. E. An Index of Deterioration in Hops (Humulus Lupulus). Proceedings. Annu. Meet. – Am. Soc. Brew. Chem. 28, 68–74 (1970).